動物實驗技術(shù)與方法

動物實驗技術(shù)與方法第一頁，共九十五頁，2022年，8月28日在醫(yī)學教學、科研和醫(yī)療工作中，不論是從事基礎醫(yī)學還是臨床醫(yī)學或預防醫(yī)學，都需要用實驗動物來進行各種實驗。通過對動物實驗的觀察、分析，來研究需要解決的問題，動物實驗方法已成為研究工作中必不可少的重要手段。動物實驗第二頁，共九十五頁，2022年，8月28日動物實驗前的準備實驗動物的抓取和固定實驗動物的麻醉實驗動物給藥方法各種檢驗標本的采集方法實驗動物的安樂死及無害化處理第三頁，共九十五頁，2022年，8月28日動物的購入動物外觀健康檢查動物編號標記動物被毛的去除動物實驗前的準備第四頁，共九十五頁，2022年，8月28日動物的購入購入或領取實驗動物時，應向供應部門索取所用動物相應等級的質(zhì)量合格證書，若是購入或領取清潔級以上實驗動物，應采用帶有空氣過濾膜的無菌運輸罐或帶過濾帽的籠盒運輸，并嚴格檢查其密封狀況。第五頁，共九十五頁，2022年，8月28日皮毛：有無光澤、出血、干燥；眼：有無眼屎、流淚、白內(nèi)障、角膜損傷等；耳：有無外傷、耳殼曲折、中耳炎等；四肢：有無彎曲、脫臼、外傷、關(guān)節(jié)炎；肛門：有無下痢、血便、脫肛等。動物外觀健康檢查第六頁，共九十五頁，2022年，8月28日編號標記

目的：為了分組要求：清晰、耐久、簡便、適用顏料標記顏料標記適應于較大量的大、小鼠等小動物的編號。常用的顏料有5%苦味酸溶液(黃色)、2%硝酸銀溶液(咖啡色)、0.5%中性品紅溶液(紅色)、煤焦油的酒精溶液(黑色)。顏料號的原則是先左后右，從上而下。第七頁，共九十五頁，2022年，8月28日小鼠和大鼠標號示圖第八頁，共九十五頁，2022年，8月28日烙印

用號碼烙印鉗在兔、豚鼠的耳朵烙號，然后在烙印部位涂上溶在酒精中的黑墨或煤粉。豬等大動物也可用此法在臀部皮膚烙號標記。也有將實驗分組編號烙在狗脖套的皮帶頸圈上。紋身

用刺數(shù)鉗在局部皮膚(兔多在耳朵內(nèi)側(cè)，猴多在前胸皮膚)刺上號碼，再用棉簽蘸上墨汁酒精涂沫刺號，多用于猴、兔的編號。第九頁，共九十五頁，2022年，8月28日號牌

將不銹鋼或鋁質(zhì)號牌固定在狗或猴的鏈條或頸圈上。兔號牌則固定在耳朵上。少量動物時也可將號牌掛在籠具上，但應防止抓取操作后將動物放錯籠具而混淆編號。第十頁，共九十五頁，2022年，8月28日毛色利用動物的毛色將其編號，用于少量的狗、馬、貓、猴等大動物的編號。剪毛

用剪刀在狗背上剪出號碼，此方法簡單，字跡清楚、可靠，便于觀察。打孔用打孔器在兔耳上打孔或剪口。第十一頁，共九十五頁，2022年，8月28日為了排除動物被毛對實驗操作和觀察結(jié)果的影響，實驗中需要去除或剪短動物的被毛。動物被毛的去除第十二頁，共九十五頁，2022年，8月28日脫毛劑1)8%NaSNaS8g+水至100ml；也可用硫化鈉8克、淀粉7克、甘油4克、硼砂1克，用自來水加至100ml。常用于兔及小鼠等小型動物的脫毛。上述配制好的溶液5～7ml可用于15×12cm2皮膚的脫毛。2)10%NaS硫化鈉10克、氧化鈣15克，自來水加至100ml。常用于狗、豬等較大動物的皮膚第十三頁，共九十五頁，2022年，8月28日動物的抓取與固定方法

目的：限制動物的活動，持安靜狀態(tài)以便正確操作和記錄要求：不損傷實驗動物不影響觀察指標實驗者不被動物咬傷保證實驗順利進行小心細致、大膽敏捷，切忌粗暴。第十四頁，共九十五頁，2022年，8月28日一、小鼠

用右手提起小鼠尾巴將其放在鼠籠蓋或其它粗糙表面上，在小鼠向前掙扎爬行時，用左手拇指和食指捏住其雙耳及頸部皮膚，將小鼠置于左手掌心、無名指和小指夾其背部皮膚和尾部，即可將小鼠完全固定。第十五頁，共九十五頁，2022年，8月28日

小鼠的抓取與固定第十六頁，共九十五頁，2022年，8月28日小鼠的抓取第十七頁，共九十五頁，2022年，8月28日二、大鼠

大鼠的門齒很長。實驗者應戴上棉紗手套，右手輕輕抓住大鼠的尾巴向后拉，但要避免抓其尖端，以防尾巴尖端皮膚脫落，左手抓緊鼠兩耳和頭頸部的皮膚，并將大鼠固定在左手中，右手即可進行操作。

第十八頁，共九十五頁，2022年，8月28日大鼠的抓取第十九頁，共九十五頁，2022年，8月28日三、豚鼠抓取幼小的豚鼠時，可用雙手捧起來；抓取較大的豚鼠時，可先用手掌摳住豚鼠的背部，抓住其肩胛上方，將右手張開，用手指抓住頸部再慢慢將其提起第二十頁，共九十五頁，2022年，8月28日豚鼠的抓取第二十一頁，共九十五頁，2022年，8月28日四、家兔

一只手抓住兔的頸部皮毛，將兔提起，用另一只手托其臀，或用手抓住背部皮膚提起來。因家兔耳大，故人們常誤認為抓其耳可以提起，或有人用手挾住其腰背部提起均為不正確的操作。

第二十二頁，共九十五頁，2022年，8月28日兔的抓取方法第二十三頁，共九十五頁，2022年，8月28日貓的抓取與固定方法第二十四頁，共九十五頁，2022年，8月28日

布制豬固定帶第二十五頁，共九十五頁，2022年，8月28日豬的懸吊式固定第二十六頁，共九十五頁，2022年，8月28日為了觀察藥物對機體功能、代謝、形態(tài)的影響，需要將藥物注入實驗動物體內(nèi)。由于實驗目的、動物種類、藥物劑型不同，給藥途徑和方法也多種多樣。實驗動物給藥方法第二十七頁，共九十五頁，2022年，8月28日實驗動物的給藥劑量D2=D1×K2/K1×3W1/W2

D:藥物劑量(μg?kg-1?d-1)W:動物體重(kg)K:常數(shù)第二十八頁，共九十五頁，2022年，8月28日不同種類動物的K值名稱K值名稱K值人10.6家兔10.1猴11.8大鼠9.1狗11.2豚鼠9.8貓9.8小鼠9.1第二十九頁，共九十五頁，2022年，8月28日

實驗動物的給藥途徑和方法第三十頁，共九十五頁，2022年，8月28日（一）口服給藥

經(jīng)口給藥劑量準確，對動物安全，是動物實驗中常用的給藥方法，尤其是移植實驗中受體動物的腸道滅菌處理，必須口服腸道不吸收的抗生素。第三十一頁，共九十五頁，2022年，8月28日1．灌胃法是借灌胃器將藥物直接灌到動物胃內(nèi)的一種常用給藥方法，此法給藥劑量準確。但是每天強制性操作和定時給藥會給動物造成一定程度的機械性損傷和心理上的影響。因此必須充分掌握灌胃技術(shù)。第三十二頁，共九十五頁，2022年，8月28日

（1）鼠類：鼠類的灌胃器由注射器和特殊的灌胃針構(gòu)成。左手固定鼠，右手持灌胃器，將灌胃針從鼠的右口角插入口中，沿咽后壁慢慢插入食道，使其前端到達膈肌位置。灌胃針插入時應無阻力，如有阻力或動物掙扎則應退針或?qū)⑨槹纬?，以免損傷、穿破食道或誤入氣管。第三十三頁，共九十五頁，2022年，8月28日小白鼠灌胃方法第三十四頁，共九十五頁，2022年，8月28日大白鼠灌胃方法第三十五頁，共九十五頁，2022年，8月28日（2）兔、犬等：灌胃一般要借助于開口器、灌胃管進行。先將動物固定，再將開口器固定于上下門齒之間，然后將灌胃管（常用導尿管代潛）從開口器的小孔插入動物口中，沿咽后壁而進入食道。插入后應檢查灌胃管是否確實插入食道?？蓪⒐辔腹芡忾_口放入盛水的燒杯中，若無氣泡產(chǎn)生，表明灌胃管被正確插入胃中，未誤入氣管。第三十六頁，共九十五頁，2022年，8月28日兔灌胃方法第三十七頁，共九十五頁，2022年，8月28日狗灌胃方法第三十八頁，共九十五頁，2022年，8月28日動物種類插入深度，每次灌胃量：小白鼠3cm1ml大白鼠、豚鼠5cm1-4ml兔15cm80-100ml犬約20cm200-250ml第三十九頁，共九十五頁，2022年，8月28日（二）注射給藥法

注射給藥劑量準確、作用快，是動物實驗中常用的給藥方法，給藥時應注意針頭的選擇（鼠類用4#針頭，兔、貓、犬、豬、猴用6—8#針頭）。

第四十頁，共九十五頁，2022年，8月28日1．皮下注射第四十一頁，共九十五頁，2022年，8月28日

皮下注射一般選取皮下組織疏松的部位，大鼠、小鼠和豚鼠可在頸后肩胛間、腹部兩側(cè)作皮下注射；家兔可在背部或耳根部作皮下注射：貓、犬則在大腿外側(cè)作皮下注射。第四十二頁，共九十五頁，2022年，8月28日皮下注射第四十三頁，共九十五頁，2022年，8月28日2．皮內(nèi)注射將注射部位脫毛、消毒，用左手拇指和食指壓住皮膚并使之繃緊，在兩指之間，用皮試針頭緊貼皮膚表層刺入皮內(nèi)，然后向上挑起并再稍刺入。隨之慢慢注入一定量的藥液,會感到有很大阻力.

第四十四頁，共九十五頁，2022年，8月28日緩慢注射，皮膚表面出現(xiàn)白色桔皮樣隆起，若隆起可維持一定時間，則證明確實注射在皮內(nèi).如很快消失,就可能注入皮下,應重換部位再注射,如果注射完畢后馬上拔針,藥液會從針孔漏出,所以需注射后5min再拔出.第四十五頁，共九十五頁，2022年，8月28日皮內(nèi)注射第四十六頁，共九十五頁，2022年，8月28日3．肌肉注射

肌肉注射一般選肌肉發(fā)達，無大血管通過的部位。注射時針頭宜垂直迅速刺入肌肉，回抽針栓如無回血，即可注射。大鼠、小鼠、豚鼠可注射大腿外側(cè)肌肉；家兔可在腰椎旁的肌肉、臀部或股部肌肉注射：犬、猴等大型動物選臂部注射。第四十七頁，共九十五頁，2022年，8月28日4．腹腔注射腹部向上，應盡量使動物頭處于低位，使內(nèi)臟移向上腹，將針頭在下腹部腹白線稍向左的位置,注射器沿45℃角斜向穿過腹肌進入腹腔，此時有落空感，回抽無回血或尿液，即可注入藥液。第四十八頁，共九十五頁，2022年，8月28日小鼠的一次注射劑量為0.1-0.2ml/10g(體重)大鼠一次注射劑量為1-2ml/100g(體重).家兔：下腹部近腹白線左右兩側(cè)1cm處犬：臍后腹白線兩側(cè)邊1—2cm處進行腹腔注射第四十九頁，共九十五頁，2022年，8月28日小鼠腹腔注射方法第五十頁，共九十五頁，2022年，8月28日5．靜脈注射

將藥液直接注射于靜脈管內(nèi)，使其隨著血液分布全身,迅速奏效。但排泄較快，作用時間較短。（1）小鼠和大鼠：常采用尾靜脈注射。鼠尾靜脈共有3根，左右兩側(cè)和背側(cè)各1根，兩側(cè)尾靜脈比較容易固定，故常被采用。注射時，先將動物固定在暴露尾部的固定器內(nèi)，尾部用45—50℃的溫水浸潤幾分鐘或用75%酒精棉球反復擦拭使血管擴張，并使表皮角質(zhì)軟化。第五十一頁，共九十五頁，2022年，8月28日小鼠尾靜脈注射方法第五十二頁，共九十五頁，2022年，8月28日小鼠尾靜脈注射方法第五十三頁，共九十五頁，2022年，8月28日狗前肢內(nèi)側(cè)皮下靜脈注射方法第五十四頁，共九十五頁，2022年，8月28日狗后肢靜脈注射方法第五十五頁，共九十五頁，2022年，8月28日豬灌胃方法第五十六頁，共九十五頁，2022年，8月28日各種動物一次給藥能耐受的最大容量(ml) 動物灌胃皮內(nèi)注射皮下注射肌肉注射腹腔注射靜脈注射小鼠0.90.11.50.21.00.8大鼠5.00.15.00.52.04.0兔2000.2102.05.010貓1500.2102.05.010猴3000.3503.01020狗5000.31004.0__100 第五十七頁，共九十五頁，2022年，8月28日實驗動物樣本的采集

及時、準確地采集實驗動物的血樣或排泄(分泌)物等實驗標本，是保證動物實驗結(jié)果準確性的重要條件。采集不當時可嚴重影響實驗結(jié)果，如狗或猴在實驗臺上較長時間劇烈掙扎后可使外周血白細胞明顯升高；如抽血不順利且時間較長，則血樣中血小板計數(shù)可明顯降低。第五十八頁，共九十五頁，2022年，8月28日血樣的采集

根據(jù)不同的實驗要求及不同種類的實驗動物而采取不同的采血方法。如：心臟、胸主動脈、股動脈、靜脈、剪(割、刺)尾、眼眶、斷頭第五十九頁，共九十五頁，2022年，8月28日1．小鼠和大鼠（1）剪尾采血：需血量較少時常用此法。先將動物固定，將鼠尾浸在45℃左右溫水中幾分鐘或用酒精棉球涂擦鼠尾,使尾部血管充盈,剪去尾尖1—2mm(小鼠)或3—5mm(大鼠),使血液順血管壁自由流入試管或用血紅蛋白吸管吸取。采血結(jié)束時,傷口消毒并壓迫止血。此法每只鼠一般可采血10次以上，小鼠每次可取血0.1ml左右，大鼠可取血0.3—0.5ml。第六十頁，共九十五頁，2022年，8月28日鼠尾靜脈取血方法第六十一頁，共九十五頁，2022年，8月28日（2）眼眶后靜脈叢采血：操作者一手固定小鼠或大鼠，食指和拇指輕輕壓迫頸部兩側(cè)，使眶后靜脈叢充血，另一只手持毛細采血管，以45℃從內(nèi)眼角刺入，并向下旋轉(zhuǎn)，感覺刺入靜脈叢后，再向外邊退邊吸，當?shù)玫剿柩亢?，放松加于頸部的壓力，并拔出采血器，以防穿刺孔出血。若技術(shù)熟練，此方法在短期內(nèi)可重復采血，小鼠一次可采0.2-0.3ml，大鼠可采血約0.5ml。如只進行一次取血，可采用摘眼球法。

第六十二頁，共九十五頁，2022年，8月28日小白鼠后眼眶靜脈叢取血方法第六十三頁，共九十五頁，2022年，8月28日大白鼠后眼眶靜脈叢取血方法第六十四頁，共九十五頁，2022年，8月28日（3）股動脈采血：大量取血時常用此法。需手術(shù)分離股動脈。小鼠的一次采血量可達0.5ml，大鼠可達2.0ml。（4）斷頭采血（5）心臟采血第六十五頁，共九十五頁，2022年，8月28日狗股動脈取血方法第六十六頁，共九十五頁，2022年，8月28日獼猴后肢靜脈取血方法第六十七頁，共九十五頁，2022年，8月28日小白鼠斷頭取血方法第六十八頁，共九十五頁，2022年，8月28日大白鼠頸靜脈取血方法第六十九頁，共九十五頁，2022年，8月28日兔耳緣靜脈取血方法第七十頁，共九十五頁，2022年，8月28日狗頸靜脈取血方法第七十一頁，共九十五頁，2022年，8月28日（6）心臟采血：將動物麻醉并仰臥固定置實驗臺上。心前區(qū)皮膚脫毛，常規(guī)消毒。于左側(cè)第3、4肋間心尖博動最強處將針頭垂直刺入心臟，由于心臟的搏動，血液可自動進入注射器。如無血液流出，拔出針頭后重新穿刺，不能左右來回斜穿，以免造成氣胸而導致動物很快死亡。經(jīng)6—7天后可重復穿刺采血。第七十二頁，共九十五頁，2022年，8月28日（二）尿液采集1.大、小鼠：代謝籠2.兔、犬：導尿管（三）腦脊液采集（四）胸腔積液（五）腹腔液（六）其他：胃液、膽汁、關(guān)節(jié)液第七十三頁，共九十五頁，2022年，8月28日消化液采集(一)胃液的采集通過刺激，使胃液分泌增加，再用插胃管的辦法抽取胃液。(二)膽汁的采集采集膽汁需要施行手術(shù)。(三)胰液的采集胰液的采集基本同膽汁的采集。第七十四頁，共九十五頁，2022年，8月28日

尿液采集

(一)代謝籠動物排便時，可通過籠子底部的大小便分離漏斗，將尿液與糞便分開，達到采集尿液的目的。(二)壓迫膀胱(強制排尿)將動物固定，按壓骶骨兩側(cè)的腰背部或輕輕壓迫膀胱的體表部位，使其排尿。第七十五頁，共九十五頁，2022年，8月28日目的：防止動物掙扎，保持安靜防止意外損傷，便于操作

實驗動物的麻醉第七十六頁，共九十五頁，2022年，8月28日全身麻醉1%硫噴妥鈉:15mg/kg，iv/ip2%戊巴比妥:40mg/kg，iv/ip鹽酸氯胺酮:40mg/kg，sc/im復方氯胺酮:0.01ml/kg，sc/im第七十七頁，共九十五頁，2022年，8月28日速眠新(846)注射液每Kg體重:純種犬：0.04—0.08ml貓、兔：0.2—0.3ml羊、猴：0.1—0.15ml鼠：0.3—0.8ml第七十八頁，共九十五頁，2022年，8月28日麻醉方法1．吸入法乙醚、氯仿等揮發(fā)性麻醉劑用吸入法麻醉，適用于各種實驗動物。大鼠、小鼠可將頭部放入蘸有乙醚棉球的廣口瓶或干燥器內(nèi)，4—6分鐘后即處于麻醉狀態(tài)。如實驗過程較長，可在其鼻部放棉花或紗布，不時滴加乙醚維持，也可用乙醚先麻醉后再用非揮發(fā)性麻醉劑維持麻醉。第七十九頁，共九十五頁，2022年，8月28日在給藥過程中，如果發(fā)現(xiàn)動物的角膜反射消失，瞳孔突然放大，應立即停止麻醉。如果呼吸停止，可進行人工呼吸，并配以咖啡因、可拉明等蘇醒劑，待恢復自主呼吸后再進行實驗。因乙醚易引起上呼吸道分泌物增多，導致窒息，可先注射阿托品預防。第八十頁，共九十五頁，2022年，8月28日2．腹腔和靜脈給藥麻醉法非揮發(fā)性麻醉劑如戊巴比妥鈉、硫噴妥鈉等巴比妥類藥物及水合氯醛、氨基甲酸乙酯等，可用腹腔或靜脈注射麻醉。大鼠、小鼠、豚鼠常用腹腔給藥麻醉；兔、犬、猴等多用靜脈給藥麻醉。此法主要用于需麻醉2小時以上的實驗，麻醉過程平穩(wěn)，但麻醉深度和使用劑量較難掌握和控制，一旦過量可引起血壓下降和呼吸抑制，可用戊四氮、可拉明等急救。第八十一頁，共九十五頁，2022年，8月28日局部麻醉1%鹽酸普魯卡因，局部注射2%鹽酸可卡因，粘膜表面麻醉第八十二頁，共九十五頁，2022年，8月28日局部麻醉方法很多，有表面麻醉，浸潤麻醉和阻斷麻醉等，使用最多的是浸潤麻醉。浸潤麻醉是將藥物注射于皮內(nèi)、皮下組織或手術(shù)野深部組織，以阻斷用藥局部的神經(jīng)傳導，使痛覺消失。常用的浸潤麻醉藥是1%鹽酸普魯卡因，此藥安全有效、吸收快、顯效快，但失效也快。第八十三頁，共九十五頁，2022年，8月28日施行浸潤麻醉時，用皮試針頭先皮內(nèi)注射，然后換局麻長針頭，由皮點進針，放射到皮點四周，繼續(xù)注射，直至要求麻醉區(qū)域的皮膚都被浸潤為止。根據(jù)實驗操作要求的深度，可按皮下、筋膜、肌肉、腹膜或骨膜的順序，依次分別注入麻藥，以達到浸潤神經(jīng)未梢的目的。每次注藥前，應回抽，以防藥液誤注于血管內(nèi)。第八十四頁，共九十五頁，2022年，8月28日麻醉注意事項所有麻醉藥使用過量均可引起中毒，應特別注意各種麻醉藥的劑量和用藥途徑。注射時，一般要求緩慢，并隨時觀察動物的肌肉緊張性、角膜反射、去痛反射等指標。動物麻醉后體溫下降，要注意保暖。萬一麻醉過量，應根據(jù)不同情況，積極采取措施，如給予蘇醒劑，或注射強心劑。第八十五頁，共九十五頁，2022年，8月28日急救與處死原因：麻醉過量、大失血、窒息措施：人工呼吸強心劑：0.1%腎上腺素呼吸興奮劑：尼可沙米山梗菜堿快速輸血、輸液處死：安樂死(時間短、痛苦少)第八十六頁，共九十五頁，2022年，8月28日空氣栓塞：免40ml,狗100ml急性失血：大動物麻醉

股動脈放血

實驗動物的處死方法化學藥物：二氧化碳，三氯甲烷

乙醚，氯化鉀，乙醇

脫臼斷髓：頸椎脫臼第八十七頁，共九十五頁